¿Cuáles son las principales tecnologías para la propagación del ajo libre de virus?
En condiciones de cultivo in vitro, cualquier tejido de ajo requiere sustrato, nutrición, temperatura, humedad, luz y otras condiciones adecuadas para cultivar plántulas en tubos de ensayo desintoxicadas y pruebas. bombillas de tubo. Al mismo tiempo, también se necesitan hormonas apropiadas y moderadas para inducir y promover el callo, el enraizamiento, la germinación, el crecimiento y desarrollo, el establecimiento de las plántulas y la expansión del bulbo. Los requerimientos específicos son los siguientes:
①Requerimientos nutricionales:
Nutrientes inorgánicos: nitrógeno, fósforo, potasio, azufre, calcio, magnesio y otros grandes cantidades de elementos, además de hierro, manganeso, cobre, zinc, boro, oligoelementos como el cobalto y el molibdeno son nutrientes esenciales para el crecimiento y desarrollo del ajo. Los ingredientes activos del medio de cultivo se encuentran en forma de iones, y más de una sal puede proporcionar un tipo de ion.
Nutrición orgánica: incluyendo fuentes de nitrógeno y fuentes de carbono. Para que el tejido crezca bien, a menudo es necesario complementar una o más vitaminas y aminoácidos en el medio de cultivo. La vitamina B1 es esencial, y la vitamina B3, la vitamina B6 y el inositol pueden promover el crecimiento del tejido cultivado con ajo.
②Matriz: el cultivo de tejido de ajo desintoxicado generalmente utiliza medio agar como matriz y la concentración es generalmente de 0,5% a 1,0%.
③Hormonas: Además de los nutrientes, para favorecer el crecimiento de tejidos y órganos, normalmente es necesario suministrar una o varias sustancias reguladoras del crecimiento de las plantas desde fuentes externas. La demanda de estas sustancias depende del explante. Tejido, existen grandes diferencias según la etapa de cultivo y la finalidad de aumento o disminución.
Auxina: En cultivo de tejidos, la auxina se utiliza para inducir la división celular y la diferenciación de raíces. Las hormonas de crecimiento de uso común incluyen NAA (ácido naftilacético), IAA (ácido indol acético), IBA (ácido indol butírico), NOA (ácido naftiloxiacético), 2,4-D (ácido diclorofenoxiacético), etc. Entre ellos, NAA e IBA se usan ampliamente para el enraizamiento y pueden cooperar con las citoquininas para promover la proliferación del tallo. El 2,4-D es indispensable para la inducción de callos en explantes. Diferentes explantes tienen diferentes requisitos de concentración de 2,4-D. Las puntas de los brotes requieren 0,1,25 mg/L de medio 2,4-D MS y los tallos de las plántulas en tubo de ensayo requieren 0,5 mg/L de medio 2,4-D MS.
Citoquinina: Promueve principalmente la división celular y la diferenciación de callos o yemas adventicias de órganos, ayuda a las yemas axilares a liberarse de la inhibición de la dominancia apical y favorece la proliferación del tallo. Las citoquininas de uso común incluyen BAP (bencilaminopurina) o 6-BA (6-benciladenina), ZT (zeatina) y KT (cinetina), de las cuales 6-BA es la más utilizada.
Giberelina: Tiene el efecto de favorecer la brotación en las puntas del tallo del ajo, estabilizar los microtúbulos y antagonizar la formación de bulbos. Hay más de 20 tipos de giberelinas, principalmente aportadas por las raíces. La eliminación de raíces puede promover la expansión de las células de la vaina foliar y facilitar la formación de bulbos. Durante la formación de los bulbos de ajo, el contenido de giberelina primero disminuyó y luego aumentó. La disminución del contenido de giberelina fue beneficiosa para la formación de los bulbos. Es cierto que la exposición de días largos induce una disminución en el contenido de giberelina en las plantas de ajo, por lo que la promoción de la formación de bulbos mediante la exposición de días largos se logra afectando los niveles de giberelina endógena.
Etileno: El etileno estimula la expansión lateral, en lugar del alargamiento longitudinal, de las células de la vaina foliar al cambiar la forma de la pared celular y la dirección de disposición de las microfibrillas de celulosa. Además, el etileno también puede inducir la senescencia de las hojas al inhibir su crecimiento, cambiando la relación relativa entre el cuerpo de la hoja y la longitud de la vaina de la hoja, lo que es beneficioso para la formación de bulbos.
④ Requisitos de pH: antes de la esterilización, el valor de pH del medio de cultivo generalmente se ajusta a pH 5 ~ 6. A pH 6, el medio de cultivo se endurecerá. Sin embargo, Xiong (1999) observó que las plántulas de ajo crecían mejor y se multiplicaban más rápido cuando el pH era de 6,4. Liu (1995) creía que el medio óptimo para la diferenciación de las yemas, el enraizamiento y el crecimiento de las yemas del ajo blanco Xuzhou y del ajo blanco Taicang es un pH = 7,5 (ligeramente alcalino).
⑤Requisitos de temperatura y luz:
Temperatura: durante el cultivo de plántulas de ajo en probeta, la temperatura es generalmente de 15 a 20 ℃. Las temperaturas más bajas y las diferencias de temperatura más grandes favorecen un cultivo fuerte. plántulas de ajo aisladas deben pasar por una etapa de vernalización a baja temperatura (< 20°C) y luego ingresar a temperaturas más altas y condiciones de luz más prolongadas y fuertes para inducir la formación y expansión de los brotes de ajo. La temperatura adecuada para la formación y expansión de los bulbos de ajo in vitro es de 20 ~ 25°C.
Iluminancia: Los requisitos para la iluminación son esencialmente requisitos de fotoperiodo, intensidad luminosa y calidad de la luz.
Fotoperiodo: El fotoperiodo para el cultivo de plántulas en probeta es de 12 horas. La duración del fotoperíodo es muy importante para la formación del bulbo. Las condiciones de luz diurna más prolongadas favorecen el agrandamiento del bulbo.
Sin embargo, los requisitos de respuesta fotoperiódica para la formación de bulbos varían según el ecotipo del cultivar de ajo. Por ejemplo, las variedades de ajo que responden lentamente a las bajas temperaturas generalmente no forman bulbos con menos de 12 horas de sol. Aunque pueden formar bulbos después de 16 horas de sol, el desarrollo es lento, mientras que las variedades de ajo que son sensibles a las bajas temperaturas tienen buenos bulbos; desarrollo bajo 12 horas de sol.
Intensidad de la luz: Dentro de un determinado ciclo lumínico, es más fácil formar bombillas bajo luz fuerte que bajo luz débil. Cuando la luz es intensa, la síntesis de carbohidratos aumentará y su acumulación es la base material para la expansión del bulbo. Y para inducir la formación de bombillas, incluso con poca luz, siempre que el tiempo de iluminación exceda el período crítico, las bombillas pueden comenzar a formarse.
Calidad de la luz: El uso de lámparas incandescentes para proporcionar luz al ajo puede favorecer significativamente la formación y expansión de los bulbos de los tubos de ensayo. El valor φ del balance de luz del fitocromo tiene una gran relación con la calidad de la luz y generalmente se mide mediante la relación cuántica de luz de R:FR (luz roja: luz roja lejana). A medida que disminuye el valor R:FR, la velocidad de agrandamiento del bulbo se acelera. La calidad de la luz juega un papel importante en la formación del bulbo, lo que puede estar relacionado con su producción endógena de etileno.
(2) Preparación de medio de cultivo de tejido de ajo desintoxicado
① Prepare una solución madre concentrada: 20 veces macroelementos concentrados, 200 veces oligoelementos concentrados, 200 veces sal de hierro concentrada, 200 veces tiempos concentrados de materia orgánica excepto sacarosa. Al preparar estas cuatro soluciones madre, cada componente debe disolverse por separado y luego mezclarse entre sí.
Las soluciones madre de varias hormonas deben prepararse por separado. Si es insoluble en agua, primero debe disolverse con una pequeña cantidad de disolvente apropiado y luego diluirse al volumen con agua destilada. Dependiendo del nivel de concentración hormonal requerido, la concentración de la solución madre puede ser de 0,001 ~ 0,05438+0 micromol/L. La auxina generalmente se disuelve en alcohol al 95% o en hidróxido de sodio 0,01 micromol/L; este último es más eficaz. Las citoquininas generalmente se disuelven en 0,5 a 1 micromol/L de ácido clorhídrico o en una solución diluida de hidróxido de sodio. La giberelina es fácilmente soluble en agua fría, pero el GA3 es inestable y se descompone fácilmente después de disolverse en agua. Lo mejor es utilizar alcohol al 95% como licor madre.
Todas las soluciones madre deben almacenarse en botellas adecuadas de plástico o vidrio y conservarse en nevera. Las soluciones madre de sal de hierro deben almacenarse en botellas de vidrio marrón. Antes de utilizar estas soluciones madre, agite los frascos suavemente. Si se encuentran sedimentos, materia en suspensión o contaminación microbiana, se debe eliminar inmediatamente. Al preparar soluciones madre y medios de cultivo, se deben utilizar agua destilada o desionizada y reactivos químicos de alta pureza.
(2) Pasos para la preparación del medio de cultivo.
A. Pesar la cantidad especificada de agar y sacarosa, añadir agua hasta 2/3 del volumen final y calentar para disolver. Dado que la sacarosa es fácilmente soluble, también se puede agregar después de que se disuelva el agar.
b. Agregue una cierta cantidad de varias soluciones madre respectivamente. Si es necesario agregar vitaminas y hormonas después del tratamiento en autoclave por razones especiales, las soluciones de estas sustancias se pueden esterilizar a través de un filtro microporoso (tamaño de poro 0,22 ~ 0,45 micrones) después de ajustar el valor del pH.
c. Añadir agua destilada al medio de cultivo hasta el volumen final.
D. Después de mezclar bien, utilizar 0,1 micromol/L. El pH del medio de cultivo se ajustó usando hidróxido de sodio y 0,1 µmol/l de ácido clorhídrico.
E. Dispensar el medio de cultivo (incluso líquido) en el recipiente de cultivo seleccionado mientras esté caliente (aproximadamente 1/3 del volumen del recipiente).
f. Sellar la boca del frasco con un tapón de algodón envuelto en una gasa u otro tapón o tapa adecuado como papel de aluminio y papel kraft.
G. Esterilizar a 121 ℃, 1,15 × 105 Pascal durante 15 ~ 20 minutos.
H. Deje que el medio de cultivo se enfríe a temperatura ambiente antes de la criopreservación. Todos los recipientes de cultivo deben etiquetarse para que puedan identificarse claramente después de la esterilización en autoclave y el almacenamiento.
(3) Tecnología de micropropagación de ajo desintoxicado
①El sistema técnico de cultivo de tejido de ajo desintoxicado puede ser plántulas de probeta o bulbos de probeta. La regeneración y proliferación de yemas se puede inducir directamente a partir de explantes para mantener la estabilidad de la especie, o se pueden inducir callos primero para luego proliferar y diferenciarse. Por lo tanto, el cultivo de tejido de ajo se puede dividir en cuatro formas: primero, inducir a los explantes a regenerar plántulas en tubos de ensayo; en segundo lugar, inducir directamente a los explantes a formar plántulas en tubos de ensayo; en tercer lugar, inducir el tejido calloso a regenerar plantas y formar pequeños bulbos en tubos de ensayo; , , las plántulas de tubo de ensayo formadas por germinación directa forman pequeños bulbos en el tubo de ensayo.
Dado que las mutaciones son fáciles de producir a través de la vía del callo, de acuerdo con el principio de mantener las excelentes características de la variedad, se debe utilizar con precaución durante el proceso de propagación libre de virus.
②Pasos generales para el cultivo aséptico de tejido de ajo desintoxicado:
A. Coloque los dientes de ajo (o los tallos de ajo picados) en una botella de vidrio y colóquelo en una mesa de trabajo limpia. Use 75%. alcohol para desinfectar la superficie durante 5 minutos (o 40 segundos), luego agregue unas gotas de activador al desinfectante (como una solución de cloruro de mercurio al 0,2%) en una concentración adecuada y desinfecte durante 20 minutos o 12 minutos. Agite el frasco de vidrio de 2 a 3 veces durante la esterilización.
B. Después de la desinfección, vierta la solución desinfectante, agregue una cantidad adecuada de agua destilada estéril, agítela varias veces, vierta el agua y repita esto 3-4 veces.
C. Saque los materiales y colóquelos en una placa de Petri esterilizada.
D. Mientras esteriliza los materiales de ajo, remójelos en alcohol al 95%, sáquelos, quémelos en la llama de una lámpara de alcohol y úselos después de enfriarlos para desinfectar el equipo utilizado. A menudo es necesario desinfectar todos los instrumentos después de cada uso.
E. Utilice estos instrumentos esterilizados para cortar las puntas apropiadas de los brotes de explante de la superficie del material esterilizado.
f. Abrir la tapa o tapón del recipiente de cultivo e inocular los explantes en el medio de cultivo. Si usa un recipiente de vidrio, hornee la boca de la botella sobre la llama de un quemador de alcohol durante unos segundos y luego séllela rápidamente con una tapa o corcho.
G. La esterilización de los medios y utensilios de cultivo debe realizarse mediante métodos convencionales, es decir, autoclave.
③Tecnología de propagación rápida in vitro de ajo desintoxicado:
A. Induce directamente a los explantes a formar brotes y raíces. Las yemas y raíces adventicias se inducen directamente a partir de explantes, generalmente mediante los procesos de cultivo primario, inducción de yemas adventicias y cultivo de enraizamiento. Varios explantes pueden regenerar plantas completas en medios MS, B5 y LS.
La presencia de citoquinina es un requisito previo para la formación de yemas. Concentraciones más altas de BA pueden promover la formación de yemas, y agregar de 1 a 2 mg/L de BA puede inducir la formación de yemas. El medio libre de hormonas favorece el enraizamiento, agregar NAA al medio promueve el enraizamiento y agregar BA lo inhibe.
Explantes de diferentes fuentes requieren diferentes hormonas. La regeneración de los botones florales requiere sólo 0,1 mg/l de medio NNA MS. Una baja concentración de auxina (NAA) combinada con una alta concentración de citoquinina (KT) es la mejor combinación para la diferenciación de los brotes de pétalos de ajo. La proliferación de brotes requiere concentraciones más altas de auxina que de citoquinina. La adición de 0,1 mg/L de zeatina (ZT) puede promover la diferenciación de yemas adventicias en segmentos de tallo con hojas jóvenes y formar yemas agrupadas. Agregar una cierta concentración de GA3 es beneficioso para la inducción de la punta del disparo. La presencia de penicilina facilita la formación de yemas y reduce la contaminación.
El efecto de la temperatura de almacenamiento sobre los óvulos varía de un explante a otro. Los dientes de ajo pueden promover la formación de brotes y raíces después de almacenarse a 5°C. Sin embargo, el tratamiento de los bulbos aéreos a una temperatura baja de 5 a 7°C durante 60 días sólo promueve la tasa de germinación y no afecta el número de yemas. La capacidad de germinación de diferentes partes varía mucho. Sólo los segmentos del tallo con nudos pueden cultivarse para inducir la germinación, y otras partes de los segmentos del tallo son ineficaces.
B. Domesticación y crecimiento en campo de plántulas de probeta. En términos generales, las plántulas de probeta deben ser domesticadas y cultivadas con vermiculita, lana de roca, perlita, etc. Como sustrato, riégalo con solución nutritiva. La inoculación de especies de musgo Glomus durante el trasplante puede promover el enraizamiento de plántulas de probeta y mejorar la tasa de supervivencia. La tasa de supervivencia de las plántulas trasplantadas con bulbos pequeños fue del 92%, significativamente mayor que la de las plántulas trasplantadas con bulbos pequeños (53%).
④ Tecnología de micropropagación de bulbos de probeta libres de virus: El cultivo de bulbos de probeta generalmente pasa por tres etapas: cultivo primario, proliferación de yemas y formación de bulbos de probeta. Ejemplos de formación de bulbos de ajo in vitro incluyen: iniciación de explante, inducción de callo y enraizamiento de plántulas en probeta. Los bulbos in vitro se pueden formar en medio MS, B5 o LS utilizando explantes como puntas de tallo, discos de tallo, discos de tallo con hojas jóvenes, escamas dobles y botones florales.
Las bajas concentraciones de hormonas (BA,) favorecen la formación de bulbos, e incluso los medios libres de hormonas son superiores. Cuando se utiliza la punta del tallo como explante, las hormonas en baja concentración promueven la formación de bulbos; cuando se usa el disco del tallo como explante, 2 mg/L de BA promueve la formación de bulbos y la alta concentración de BA promueve la formación de yemas. NAA es beneficioso para la formación de raíces de bulbos pequeños. 1,0 mg/L de NAA en el medio de cultivo puede formar el 80% de las raíces de bulbos pequeños. Los bulbos se formaron en medio MS con 2 mg/L de NAA + 0,05 mg/L de BA sin expansión hormonal.
Una mayor concentración de sacarosa (90 ~ 1,20g/L) es beneficiosa para la formación de bulbos. Agregar (5 g/L) de carbón activado al medio de cultivo puede promover la formación de bulbos. La luz larga y la luz roja lejana favorecen la formación y expansión de la bombilla.
Existen diferencias en cantidad y calidad de bulbos formados por distintos ecotipos en las mismas condiciones in vitro.
En condiciones in vitro, los requisitos de fotoperíodo para la formación de bulbos en probeta de variedades de primavera y otoño son significativamente diferentes. El pretratamiento a baja temperatura de 3 a 4°C promueve la formación de bulbos. Las variedades de ajo tiernos deben someterse a un pretratamiento a baja temperatura para formar bulbos.
La inducción de la formación de bulbos por las condiciones ambientales no puede sustituirse cambiando la composición del medio de cultivo. Los bulbos de probeta se trasplantan directamente sin aclimatación. El tamaño de los bulbos de los tubos de ensayo se correlaciona positivamente con la tasa de germinación en el campo, la altura de la planta y el rendimiento. El tamaño y la densidad de siembra de los bulbos de tubo de ensayo afectan el rendimiento y la calidad de los bulbos. Los bulbos formados (variedades de maduración tardía) pueden romper la latencia a 35~20~5 ℃.
Xiong et al. (1999) utilizaron plántulas de ajo blanco de Xuzhou en tubos de ensayo libres de virus como explantes. Después del cultivo continuo en el medio inicial, el medio de subcultivo y el medio de inducción del bulbo, la tasa de inducción del bulbo alcanzó el 90%, el peso del bulbo fresco fue de más de 300 mg y el diámetro del bulbo alcanzó los 15 mm.
⑤Mejorar el coeficiente de micropropagación:
A. Los cogollos son la base para la reproducción rápida del ajo libre de virus. Inducir a los explantes a producir directamente múltiples cogollos libres de virus puede mejorar en gran medida la base para una reproducción rápida.
Existen diferencias evidentes en el número de yemas de las puntas de los brotes entre las variedades de ajo. La cantidad de yemas en la parte superior de los bulbos inactivos es significativamente menor que la de los bulbos que han interrumpido el estado de inactividad. El tratamiento a baja temperatura puede aumentar significativamente la cantidad de cogollos, y el tamaño de los cogollos pelados también afecta la cantidad de cogollos. Las plántulas grandes con primordio de 2 a 3 hojas brotan más que las plántulas pequeñas con primordio de 1 hoja, pero la tasa de desintoxicación de las plántulas grandes es menor que la de las plántulas pequeñas. Cuando los bulbos se tratan térmicamente a 37°C durante 20 a 30 días, la tasa de desintoxicación de la punta del tallo es similar a la de la punta del tallo. Por lo tanto, al tratar primero con calor los bulbos y luego pelar las puntas grandes del tallo para cultivarlos, se pueden obtener múltiples cogollos con altas tasas de ausencia de virus.
Los brotes de ajo pueden producir muchos bulbos aéreos, lo que indica que tienen un fuerte potencial de germinación de yemas axilares; al mismo tiempo, como órganos reproductivos y meristemas, las puntas de los tallos reproductivos tienen más primordios de yemas axilares y un desprendimiento más fuerte. potencial. Existen diferencias obvias en la cantidad de yemas en las puntas de los tallos reproductivos entre las diferentes variedades de ajo. Muchas yemas tienden a crecer débilmente y muchas de ellas necesitan ser cortadas y separadas para un cultivo fuerte de plántulas.
B. Incrementar el coeficiente de proliferación generacional. Cortar oportunamente los brotes formados en el medio de cultivo inicial es un paso clave para mejorar el coeficiente de proliferación del subcultivo. El tipo, la concentración y la proporción de hormonas en el medio de cultivo, así como la inducción de callos, la diferenciación y la formación de bulbos, afectarán el coeficiente de proliferación de generaciones.
Inducción de callo: Se puede inducir callo en MS, B5, B5 modificada (BDS), LS y N6. Los diferentes explantes tienen diferentes necesidades hormonales. Las puntas de los brotes y las hojas tienen una mejor tasa de inducción de callos en el medio que contiene 1 ~ 2 mg/L de IAA o 0,05 ~ 1,0 mg/L de 2,4-D y KT son los mejores para inducir la formación de pedicelos. para callos. Después de agregar 2,4-D, los botones florales formarán tejido calloso. Las anteras se cultivaron en medio B5 que contenía 2 mg/l de NAA y el efecto de inducción de callo fue mejor. La formación de nódulos radiculares meristemáticos (MRT) requiere concentraciones bajas (0,5 mg/L) de NAA pero no requiere KT, y la formación de nódulos está inversamente relacionada con la capacidad de enraizamiento normal. El almacenamiento a baja temperatura promueve la formación de callos de ajo, pero en ausencia de 2,4-d, el tratamiento previo a baja temperatura no puede promover la formación de callos de ajo. El pretratamiento de las anteras a 5°C durante 1 a 2 días es beneficioso para la inducción de callos.
Proliferación de callos: El crecimiento de callos generalmente no requiere luz, y la temperatura adecuada es de 25°C. En el cultivo en agitador orbital, 70 rpm son beneficiosas para el crecimiento de callos y 150 rpm promueven la formación de esferas, y luego las plántulas se pueden regenerar. El callo de la punta del brote prolifera y crece más rápido en medio MS con altas concentraciones de BA y NAAR. IAA a 2 mg/L promovió el crecimiento de callos, mientras que IBA y BA no promovieron el crecimiento de callos.
Diferenciación de callos: La diferenciación de callos suele requerir luz. Los callos de diferentes fuentes tienen diferentes capacidades de diferenciación. El callo del primordio de la hoja es más fácil de diferenciar que el callo de la punta del brote. Los explantes de anteras son los más propicios para la formación, proliferación y enraizamiento de yemas. Las raíces anormales son fáciles de diferenciar en yemas adventicias. El valor óptimo es 0,5 mg/L de AIA+5 mg/L de BA. Dado que los callos formados por MRT tienen buenas capacidades de organogénesis, los nódulos de raíces meristemáticas pueden servir como buenos explantes. Los callos de raíces y pedicelos pequeños tienen más probabilidades de regenerar brotes y raíces que los callos de raíces y pedicelos más grandes.
Las condiciones de diferenciación de brotes y raíces son diferentes: una alta concentración de NH4+ es beneficiosa para la diferenciación de brotes. BA es indispensable para la diferenciación de plántulas.
Ningún 2,4-D favorece la regeneración. Wang Honglong informó que las altas concentraciones de citoquinina y las bajas concentraciones de auxina favorecen la diferenciación de los brotes y el enraizamiento en un medio MS libre de hormonas. Bajas concentraciones de BA y NAA son beneficiosas para la regeneración de las plantas.
La diferenciación de callos de diferentes fuentes requiere diferentes hormonas. El callo del botón floral puede diferenciarse en brotes y raíces en presencia de 2,4-D. El meristemo nódulo formado en la punta de la raíz de las plántulas del tubo de ensayo se puede cultivar en medio MS con 0,5 mg/L de NAA o 0,5-1,0 mg. /L NAA+1,0 mg/L KT se puede regenerar en plantas completas. La diferenciación de los callos requiere diferentes hormonas y diferentes medios. Las yemas adventicias requieren una alta concentración de KT (2 ~ 4 mg/L) en medio B5 y una baja concentración de BA (0,25 mg/L) en medio LS. El efecto de diferenciación del callo de anteras en el medio B5 fue mejor que en el medio LS. El tratamiento a baja temperatura del callo del pedicelo es necesario para la diferenciación de los brotes. Las plantas contemporáneas se diferencian de los callos, ya que las raíces crecen principalmente a partir del callo y no de la base de las plántulas, las raíces y los brotes eventualmente se separarán y la tasa de supervivencia del trasplante es solo del 10% al 20%. Una solución eficaz es inducir bulbos directamente de las plántulas.
Variación del callo: La variación cromosómica durante la formación del callo puede estar relacionada con el tipo y concentración de reguladores del crecimiento. Dolezel et al. utilizaron medio de cultivo BDS y descubrieron que 5 ~ 50 μ mol/L de NAA aumentaban el número de células con mitosis anormal, pero cuando la concentración hormonal total alcanzaba los 500 μ mol/L, la actividad mitótica se inhibía significativamente y la mitosis era anormal. , por lo que las concentraciones más bajas de la hormona normalizan la mitosis celular.
A medida que se prolonga el tiempo de sucesión, la variación se intensifica. Después de 4 meses de subcultivo de callo, la diploidía cayó del 52% inicial al 16% y la frecuencia de regeneración disminuyó. Después de un año de subcultivo, la tasa de diferenciación de yemas cayó del 60% al 10%. 1 ~ 3 Gy pueden promover el crecimiento de callos sin afectar la regeneración de las plántulas y pueden usarse para la detección de mutantes.
En resumen, todos los factores que hacen que las plántulas de probeta crezcan sanamente, aumenten la tasa de inducción de los bulbos de probeta y promuevan su expansión afectarán a la mejora del coeficiente de micropropagación del ajo libre de virus.
⑥Notas:
A. Detección de virus. A pesar del cuidadoso corte de las puntas de los tallos y de diversos tratamientos para eliminar el virus, sólo algunos cultivos produjeron plantas libres de virus. Por lo tanto, cada planta producida a partir de la punta del brote debe someterse a pruebas para detectar virus específicos antes de poder usarse como planta madre para producir plantas libres de virus. Muchos virus en plantas cultivadas tienen un período de recuperación retrasado. Por lo tanto, las plantas deben ser analizadas varias veces durante los primeros 18 meses. Sólo aquellos que realmente eliminan un virus pueden promocionarse para su uso en producción. Debido a que las plantas analizadas para detectar virus aún pueden reinfectarse, las pruebas deben repetirse durante y en todas las etapas del mejoramiento. Estas plantas libres de virus deben propagarse en condiciones que eliminen cualquier posibilidad de infección.
B. Optimizar las cepas. Los descendientes cultivados se clasifican según su potencial de crecimiento, y las plantas con un crecimiento constante se seleccionan para el subcultivo cada vez que el crecimiento individual es suficiente y no se inhibirá.
c.Inducir la formación del bulbo de manera oportuna. El cultivo de bulbos de probeta generalmente pasa por tres etapas: cultivo primario, proliferación de yemas y formación de bulbos de probeta. Sin embargo, la etapa de proliferación de yemas no puede continuar indefinidamente y la formación de bulbos debe inducirse a tiempo. La formación de bulbos de probeta requiere una cierta cantidad de crecimiento de las plántulas, y la formación de bulbos se induce en verano y otoño cuando las temperaturas son más altas para reducir los costos de producción y conectarse con la temporada de crecimiento en el campo.
D. Actualizar a tiempo para evitar la vitrificación. Cuando se establece un método de cultivo estéril, es fácil reproducirlo continuamente sin compararlo con la planta madre original, lo que puede permitir que se acumulen variaciones que ocurrieron temprano en el cultivo. Al mismo tiempo, según la experiencia de la investigación, si se repite la propagación en tubos de ensayo, las hojas de algunos cultivos a menudo se encharcan y se vuelven casi translúcidas. La tasa de crecimiento y reproducción de dichas plántulas en tubos de ensayo disminuirá y, con el tiempo, incluso morirán. Es el fenómeno de la vitrificación que es difícil de eliminar por completo. Por lo tanto, se debe prestar atención a las actualizaciones oportunas para evitar la vitrificación.