¿Cuáles son los factores que causan una desviación promedio relativa excesiva en la determinación del contenido de tabletas de vitamina C?
(1) Dado que la escala de caucho de silicona y la superficie de la placa de vidrio relacionadas con la polimerización del gel no son lisas y limpias, la placa de gel se desprenderá de la placa de vidrio o la tira de caucho de silicona durante la electroforesis. o se produce pegamento resbaladizo; la lámina de goma se rompe fácilmente cuando se despega. Para evitar este fenómeno, todo el equipo utilizado debe limpiarse estrictamente. Sumerja la ranura de la tira de goma de silicona, la plantilla de la cámara de muestra y la cámara de electroforesis en una esponja de espuma y límpielas con cuidado. Remoje la placa de vidrio en una solución de lavado de dicromato de potasio durante 3 a 4 horas o en una solución de alcohol KOH de 0,2 mol/l durante más de 20 minutos, lávela con agua limpia, sumérjala en una esponja de espuma para "limpiarla" y cepille repetidamente. y finalmente enjuagarlo con agua destilada. Secar directamente a la sombra o enjuagar con etanol.
(2) Al instalar el tanque de electroforesis y el marco de goma de silicona con placas de vidrio largas y cortas, las posiciones deben ser correctas y los tornillos de fijación deben apretarse uniformemente para evitar fugas del amortiguador. Los dientes del peine de la placa del canal de muestra deben ser lisos.
(3) En un sistema de electroforesis discontinua, la preelectroforesis solo se puede realizar después de la separación del gel. El gel concentrado sólo se puede preparar después de limpiar la superficie del gel. Una vez preparado el gel de concentración, no se puede realizar una electroforesis previa para utilizar completamente el efecto de concentración del gel de concentración.
(4) Durante la electroforesis, los electrodos positivo y negativo entre el instrumento de electroforesis y el tanque de electroforesis no se pueden conectar incorrectamente para evitar que la muestra nade en la dirección opuesta. Se deben seleccionar la corriente y el voltaje apropiados durante la electroforesis. Demasiado alto o demasiado bajo no afectará el efecto de la electroforesis.
(5) Pureza del SDS: en SDS-PAGE, se requiere SDS químicamente puro disponible comercialmente y se debe recristalizar una o dos veces antes de poder usarse. El método de recristalización es el siguiente: colocar 20 g de SDS en un matraz de fondo redondo, agregar 300 ml de etanol absoluto y aproximadamente media cucharada de carbón activado, conectar un tubo condensador al matraz, calentar el baño de agua hasta que el etanol hierva ligeramente, refluir durante aproximadamente 65438 ± 00 min y utilice un filtro de embudo Buchner caliente. El filtrado debe ser claro. Después de enfriar a temperatura ambiente, pasar a -20°C refrigerador durante la noche. Al día siguiente, utilizar un embudo Buchner preenfriado para aspirar el filtro, luego lavar el precipitado blanco tres veces con una pequeña cantidad de etanol absoluto preenfriado a -20°C, escurrir tanto como sea posible y poner los cristales blancos en una secadora al vacío o un horno a menos de 40°C.
(6) Cuando se procesan muestras de proteínas con SDS, se deben mantener en agua hirviendo durante 3 a 5 minutos cada vez para evitar la presencia de polímeros metaestables.
(7) La movilidad relativa de las proteínas estándar debe distribuirse uniformemente entre 0,2 y 0,8. Vale la pena señalar que cada vez que se determina el peso molecular de una sustancia desconocida, la curva estándar debe prepararse al mismo tiempo que la proteína estándar, en lugar de utilizar la curva estándar anterior. El peso molecular medido con este método es sólo el peso molecular de sus subunidades o cadenas peptídicas individuales, no el peso molecular completo. Para determinar un rango de peso molecular preciso, es mejor calibrar utilizando otros métodos para determinar el peso molecular de la proteína. Este método es adecuado para la determinación del peso molecular de globulina y fibrina, pero no para la determinación del peso molecular de glicoproteína y colágeno.
(8) Requisitos para las muestras: Se deben utilizar muestras con baja fuerza iónica. Si la fuerza iónica de la muestra es alta, se debe realizar diálisis o desalación mediante intercambio iónico. Al agregar la muestra, la superficie de goma de la ranura cóncava para agregar la muestra debe mantenerse recta. La dosis de muestra adecuada es de 10 ~ 15 μl. Si la muestra está en estado líquido diluido, la dosis de la muestra se puede aumentar para garantizar una zona clara. La concentración de la solución de muestra debe aumentarse dos veces o más.
(9) Dado que el gel contiene SDS, la preparación directa de placas secas provocará grietas. Si se necesitan placas secas, se deben remojar en alcohol isopropílico al 25 % que contenga ácido acético al 7 % y la solución se debe cambiar con frecuencia hasta que el SDS se elimine por completo (alrededor de 2 a 3 días). La fotografía se utiliza a menudo para guardar fotografías por conveniencia.